SFB 803:  Funktionalität kontrolliert durch Organisation in und zwischen Membranen

• Fachliche Zuordnung: Chemie ; Biologie
• Förderung: Förderung von 2009 bis 2020
• Projektkennung: Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) - Projektnummer 55908123

• Erstellungsjahr: 2021

Zusammenfassung der Projektergebnisse

Ziel des Sonderforschungsbereichs (SFB 803) war es, die Wechselwirkungen zwischen der großen Zahl verschiedener Lipide und spezialisierter Proteine in zellulären Membranen auf molekularer Ebene zu entschlüsseln. Wir untersuchten, wie die räumliche und zeitliche Organisation von Membranbestandteilen deren Funktion beeinflusst. Wir konnten aufklären, wie sich einfache Peptide und große Transmembranproteine, insbesondere Poren und Ionenkanäle, in Membranen organisieren und wie sie mit den sie umgebenden Lipiden interagieren. Auf diesem Weg wurden neue Methoden entwickelt und etablierte vorangetrieben. Um einige Beispiele zu nennen: Im Fall von einfachen Transmembranpeptiden ebnete die Synergie zwischen bioorganischer Synthese und EPR-Spektroskopie den Weg zu neuen Experimenten zur Messung von Spin-Label- Orientierungen bei hohen EPR-Frequenzen. Die Beziehung zwischen der Struktur eines Ionenkanals und seiner Funktion wurde für den spannungsabhängigen Anionenkanal VDAC durch eine Kombination von NMR-spektroskopischen Strukturuntersuchungen, Ionenkanalmessungen, mathematischer Analyse und atomistischen Simulationen besser verstanden. Diese Ergebnisse ermöglichten es uns, molekulare Bilder davon zu zeichnen, wie Peptide und Proteine Strukturen bilden, die für Transportprozesse über Membranen verantwortlich sind. Der SFB 803 trug wesentlich zu unserem aktuellen Verständnis der neuronalen Fusion bei, die durch lösliche N-Ethylmaleimid-sensitive-factor attachment receptors (SNAREs) vermittelt wird. Wir konnten verstehen, wie physikalische mesoskopische Parameter wie Membrankrümmung und laterale Spannung sowie molekulare Determinanten wie bestimmte Lipide und die molekulare Struktur der verschiedenen SNAREs die Energielandschaft entlang des Fusionsweges bestimmen und beeinflussen. Eine Kombination aus neuen experimentellen Werkzeugen zur Analyse von Fusionsintermediaten und neuen Fusionsassays in Verbindung mit bioorganischen synthetischen Ansätzen sowie Simulationsstudien haben zu einem molekularen Bild und den involvierten Energetiken geführt, die zur Verschmelzung zweier Membranen und damit zur Freisetzung von Neurotransmittern führen.

Projektbezogene Publikationen (Auswahl)

• (2010) Molecular recognition at the membrane−water interface: Controlling integral peptide helices by off-membrane nucleobase pairing. J. Am. Chem. Soc. 132, 8020–8028
  Schneggenburger, P. E., Müllar, S., Worbs, B., Steinem, C., Diederichsen, U.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1021/ja1006349)
• (2011) Membrane protein sequestering by ionic protein–lipid interactions. Nature 479, 552–555
  van den Bogaart, G., Meyenberg, K., Risselada, H. J., Amin, H., Willig, K. I., Hubrich, B. E., Dier, M., Hell, S. W., Grubmüller, H., Diederichsen, U., Jahn, R.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nature10545)
• (2011) TOPP: A novel nitroxide-labeled amino acid for EPR distance measurements. Angew. Chem. Int. Ed. 50, 9743–9746
  Stoller, S., Sicoli, G., Baranova, T. Y., Bennati, M., Diederichsen, U.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/anie.201103315)
• (2011) Transmembrane domain peptide/peptide nucleic acid hybrid as a model of a SNARE protein in vesicle fusion. Angew. Chem. Int. Ed. 50, 8597–8601
  Lygina, A. S., Meyenberg, K., Jahn, R., Diederichsen, U.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/anie.201101951)
• (2012) Membrane fusion intermediates via directional and full assembly of the SNARE complex. Science 336, 1581-1584
  Hernandez, J. M., Stein, A., Behrmann, E., Riedel, D., Cypionka, A., Farsi, Z., Walla, P. J., Raunser, S., Jahn, R.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1126/science.1221976)
• (2012) Molecular driving forces defining lipid positions around aquaporin-0. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 9887–9892
  Aponte-Santamaria, C., Briones, R., Schenk, A. D., Walz, T., Groot, B. L. d.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1073/pnas.1121054109)
• (2012) Structure, hydration barrier and curvature of membrane hemifusion stalks with varying lipid composition obtained by x-ray diffraction. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 1609-1648
  Aeffner, S., Weinhausen, B., Reusch, T., Salditt, T.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2012.03.069)
• (2012) β-Barrel mobility underlies closure of the voltage-dependent anion channel. Structure 20, 1540-1549
  Zachariae, U., Schneider, R., Briones, R., Gattin, Z., Demers, J. P., Giller, K., Maier, E., Zweckstetter, M., Griesinger, C., Becker, S., Benz, R., de Groot, B. L., Lange, A.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.str.2012.06.015)
• (2013) Idealizing ion channel recordings by a jump segmentation multiresolution filter. IEEE Transact. NanoBiosci. 12, 376–386
  Hotz, T., Schütte, O. M., Sieling, H., Polupanow, T., Diederichsen, U., Steinem, C., Munk, A.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1109/tnb.2013.2284063)
• (2013) Quantifying the diffusion of membrane proteins and peptides in black lipid membranes with 2- focus fluorescence correlation spectroscopy. Biophys. J. 105, 455–462
  Weiß, K., Neef, A., Van, Q., Kramer, S., Gregor, I., Enderlein, J.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2013.06.004)
• (2014) Control of membrane gaps by synaptotagmin-Ca2+ measured with a novel membrane distance ruler. Nat. Commun. 5, 6859
  Lin, C. C., Seikowski, J., Perez-Lara, A., Jahn, R., Höbartner, C., Walla, P. J.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/ncomms6859)
• (2014) Expansion of the fusion stalk and its implication for biological membrane fusion. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 111, 11043–11048
  Risselada, H. J., Bubnis, G., Grubmüller, H.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1073/pnas.1323221111)
• (2014) Fluorescence nanoscopy by polarization modulation and polarization angle narrowing. Nat. Methods 11, 579-584
  Hafi, N., Grunwald, M., van den Heuvel, L. S., Aspelmeier, T., Chen, J. H., Zagrebelsky, M., Schütte, O. M., Steinem, C., Korte, M., Munk, A., Walla, P. J.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nmeth.2919)
• (2014) Influence of Gb3 glycosphingolipids differing in their fatty acid chain on the phase behaviour of solid supported membranes: chemical syntheses and impact of Shiga toxin binding. Chem. Sci. 5, 3104
  Schütte, O. M., Ries, A., Orth, A., Patalag, L. J., Römer, W., Steinem, C., Werz, D. B.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1039/C4SC01290A)
• (2014) Structure of the mitochondrial translocator protein in complex with a diagnostic ligand. Science 343, 1363–1366
  Jaremko, L., Jaremko, M., Giller, K., Becker, S., Zweckstetter, M.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1126/science.1248725)
• (2015) Synaptotagmin-1 binds to PIP2-containing membrane but not to SNAREs at physiological ionic strength. Nat. Struct. Mol. Biol. 22, 815-823
  Park, Y., Seo, J. B., Fraind, A., Perez-Lara, A., Yavuz, H., Han, K., Jung, S. R., Kattan, I., Walla, P. J., Choi, M., Cafiso, D. S., Koh, D. S., Jahn, R.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nsmb.3097)
• (2016) Epsin N-terminal homology domain (ENTH) activity as a function of membrane tension. J. Biol. Chem. 291, 19953-19961
  Gleisner, M., Kroppen, B., Fricke, C., Teske, N., Kliesch, T. T., Janshoff, A., Meinecke, M., Steinem, C.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1074/jbc.m116.731612)
• (2016) Pulse EPR measurements of intramolecular distances in a TOPP-labeled transmembrane peptide in lipids. Biophys. J. 111, 2345–2348
  Halbmair, K., Wegner, J., Diederichsen, U., Bennati, M.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2016.10.022)
• (2016) Simulations of pore formation in lipid membranes: Reaction coordinates, convergence, hysteresis, and finite-size effects. J. Chem. Theory Comput. 12, 3261–3269
  Awasthi, N., Hub, J. S.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1021/acs.jctc.6b00369)
• (2016) SNARE-mediated membrane fusion trajectories derived from force-clamp experiments. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 113, 13051–13056
  Oelkers, M., Witt, H., Halder, P., Jahn, R., Janshoff, A.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1073/pnas.1615885113)
• (2016) Super-resolution optical fluctuation bio-imaging with dual-color carbon nanodots. Nano Lett. 16, 237-242
  Chizhik, A. M., Stein, S., Dekaliuk, M. O., Battle, C., Li, W. X., Huss, A., Platen, M., Schaap, I. A. T., Gregor, I., Demchenko, A. P., Schmidt, C. F., Enderlein, J., Chizhik, A. I.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1021/acs.nanolett.5b03609)
• (2016) Voltage dependence of conformational dynamics and subconducting states of VDAC-1. Biophys. J. 111, 1223–1234
  Briones, R., Weichbrodt, C., Paltrinieri, L., Mey, I., Villinger, S., Giller, K., Lange, A., Zweckstetter, M., Griesinger, C., Becker, S., de Groot, B. L., Steinem, C.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2016.08.007)
• (2016) β-Glutamine-mediated selfassociation of transmembrane β-peptides within lipid bilayers. Chem. Sci. 7, 5900–5907
  Rost, U., Steinem, C., Diederichsen, U.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1039/c6sc01147k)
• (2017) Cholesterol-mediated allosteric regulation of the mitochondrial translocator protein structure. Nat. Commun. 8, 14893
  Jaipuria, G., Leonov, A., Giller, K., Vasa, S. K., Jaremko, Ł., Jaremko, M., Linser, R., Becker, S., Zweckstetter, M.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/ncomms14893)
• (2017) SNARE-mediated single-vesicle fusion events with supported and freestanding lipid membranes. Biophys. J. 113, 2573–2574
  Kuhlmann, J. W., Junius, M., Diederichsen, U., Steinem, C.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2017.10.039)
• (2018) Insights into cholesterol/membrane protein interactions using paramagnetic solid-state NMR. Chem. Eur. J. 24, 17606–17611
  Jaipuria, G., Giller, K., Leonov, A., Becker, S., Zweckstetter, M.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/chem.201804550)
• (2018) Mechanism of mechanosensitive gating of the TREK-2 potassium channel. Biophys. J. 114, 1336–1343
  Brennecke, J. T., Groot, B. L. d.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2018.01.030)
• (2018) Metastable prepores in tensionfree lipid bilayers. Phys. Rev. Lett. 120, 128103
  Ting, C. L., Awasthi, N., Müller, M., Hub, J. S.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1103/physrevlett.120.128103)
• (2018) PNA hybrid sequences as recognition units in SNARE‐ protein‐mimicking peptides. Angew. Chem. Int. Ed. 57, 14932-14936
  Hubrich, B. E., Kumar, P., Neitz, H., Grunwald, M., Grothe, T., Walla, P. J., Jahn, R., Diederichsen, U.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/anie.201805752)
• (2018) Vesicle adhesion and fusion studied by small-angle X-ray scattering. Biophys. J. 114, 1908–1920
  Komorowski, K., Salditt, A., Xu, Y., Yavuz, H., Brennich, M., Jahn, R., Salditt, T.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2018.02.040)
• (2019) Graphene-based metal-induced energy transfer for sub-nanometre optical localization. Nat. Photonics 13, 860–865
  Ghosh, A., Sharma, A., Chizhik, A. I., Isbaner, S., Ruhlandt, D., Tsukanov, R., Gregor, I., Karedla, N., Enderlein, J.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/s41566-019-0510-7)
• (2019) Semi-rigid nitroxide spin label for long-range EPR distance measurements of lipid bilayer embedded β-peptides. Chem. Eur. J. 25, 2203–2207
  Wegner, J., Valora, G., Halbmair, K., Kehl, A., Worbs, B., Bennati, M., Diederichsen, U.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/chem.201805880)
• (2019) Synthesis of Gb3 glycosphingolipids with labeled head groups: Distribution in phase‐separated giant unilamellar vesicles. Angew. Chem. Int. Ed. 58, 17805–17813
  Sibold, J., Kettelhoit, K., Vuong, L., Liu, F., Werz, D. B., Steinem, C.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/anie.201910148)
• (2019) Thermodynamically reversible paths of the first fusion intermediate reveal an important role for membrane anchors of fusion proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 116, 2571–2576
  Smirnova, Y. G., Risselada, H. J., Müller, M.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1073/pnas.1818200116)
• (2020) A β-barrel for oil transport through lipid membranes: Dynamic NMR structures of AlkL. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 117, 21014-21021
  Schubeis, T., Le Marchand, T., Daday, C., Kopec, W., Movellan, K. T., Stanek, J., Schwarzer, T. S., Castiglione, K., de Groot, B. L., Pintacuda, G., Andreas, L. B.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1073/pnas.2002598117)
• (2020) Fusion pore formation observed during SNARE-mediated vesicle fusion with pore-spanning membranes. Biophys. J. 119, 151-161
  Mühlenbrock, P., Herwig, K., Vuong, L., Mey, I., Steinem, C.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.bpj.2020.05.023)
• (2020) Sequential water and headgroup merger: Membrane poration paths and energetics from MD simulations. Biophys. J. 119, 2418-2430
  Bubnis, G., Grubmüller, H.
  (Siehe online unter https://dx.doi.org/10.1016/j.bpj.2020.10.037)
• (2021) Cooperativity of membrane-protein and protein-protein interactions control membrane remodeling by epsin 1 and affects clathrin-mediated endocytosis. Cell. Mol. Life Sci. 78, 2355-2370
  Kroppen, B., Teske, N., Yambire, K. F., Denkert, N., Mukherjee, I., Tarasenko, D., Jaipuria, G., Zweckstetter, M., Milosevic, I., Steinem, C., Meinecke, M.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1007/s00018-020-03647-z)
• (2021) Insights into the molecular mechanism of amyloid filament formation: segmental folding of αsynuclein on lipid membranes: Molecular mechanism of αS filament folding on membrane. Sci. Adv. 7, eabg2174
  Antonschmidt, L., Dervisoglu, R., Sant, V., Tekwani Movellan, K., Mey, I., Riedel, D., Steinem, C., Becker, S., Andreas, L. B., Griesinger, C.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1126/sciadv.abg2174)
• (2021) The effect of polydispersity, shape fluctuations and curvature on small unilamellar vesicle smallangle X-ray scattering curves. J. Appl. Crystal. 54, 557–568
  Chappa, V., Smirnova, Y., Komorowski, K., Müller, M., Salditt, T.
  (Siehe online unter https://doi.org/10.1107/s1600576721001461)