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SFB 766:  Die bakterielle Zellhülle: Struktur, Funktion und Schnittstelle bei der Infektion

Fachliche Zuordnung Medizin
Biologie
Chemie
Förderung Förderung von 2007 bis 2019
Projektkennung Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) - Projektnummer 32152271
 
Erstellungsjahr 2019

Zusammenfassung der Projektergebnisse

Die bakterielle Zellhülle stellt eine Art Struktur dar, mit Hilfe derer die Bakterien miteinander und mit der Umwelt interagieren. Sie besitzt daher eine zentrale Rolle in der bakteriellen Physiologie, bei der Formbildung, bei Transportprozessen, für Antibiotikaresistenz wie auch bei biotechnologischen Anwendungen. In Pathogenen ist die Zelloberfläche von entscheidender Bedeutung bei Infektionsereignissen und bei der Auslösung von Immunreaktionen. Die Zellhülle besteht aus der Zytoplasmamembran, der Zellwand und ihren Anhängen und – im Falle der Gram-negativen Bakterien der äußeren Membran. Aufgrund ihrer chemischen und strukturellen Komplexität und Diversität war die Kenntnis der molekularen Details der bakterielle Zellhülle zum Zeitpunkt des Beginns des SFB 766 im Jahr 2007 sehr begrenzt. So waren die Biosynthese des dreidimensionalen Netzwerks, seine hochdynamischen Eigenschaften und seine Rolle in der Physiologie und der Bakterien – Wirts – Interaktionen nur ansatzweise verstanden. Es gab zwei wichtige Gründe, warum sich der SFB 766 auf die Untersuchung der bakteriellen Zellwand konzentrierte. Einerseits hat Tübingen eine lange Tradition in der Forschung zur bakteriellen Zellhülle. Neben anderen haben Wolfhard Weidel, Volker Höltje und Volkmar Braun wegweisende Arbeiten an Strukturen und Funktion der bakterieller Zellhülle publiziert. Danach ergab sich allerdings aufgrund des Fehlens geeigneter Technologien ein Stillstand in der Zellhüllenforschung. Da aber andererseits die neuen –omics Technologien, analytische Methoden und die Fortschritte der Strukturellen Biologie und Informatik neue methodische Ansätze lieferten, bot sich eine einmalige Chance, die Zellhüllenforschung auf einem neuen Niveau fortzuführen. Der SFB konzentriert sich in einem interdisziplinären Ansatz darauf, unser Wissen zu Struktur, Funktion und Biosynthese der bakteriellen Zellhülle umfassend zu vertiefen. Darüber hinaus wurden die Wechselwirkung der Zellhülle mit der Umwelt und mit möglichen Wirten sowie ihr Beitrag zur Pathogenität und ihre Rolle bei der Antibiotika -wirkung und -resistenz untersucht. Als Modellsystem dienten dabei im Wesentlichen neben Escherichia coli und Bacillus subtilis, Antibiotika-produzierende Actinomyceten sowie wichtige humanpathogene Erreger wie Staphylokokken, Yersínien und Burkholderia. Der SFB war in zwei Sektionen organisiert. Sektion A fokussierte sich auf die Synthese, den Umsatz und die Funktion von Komponenten der Zellhülle. Dabei konnte zum Beispiel gezeigt werden, dass die dynamischen Turnover-Vorgänge permanent ablaufen und Angriffsort für Antibiotika sein können, dass definierte Nanoporen in den Septen filamentöser Cyanobakterien essentiell für die Zell-Zell Kommunikation sind und dass deren Öffnen und Schließen strikt kontrolliert wird. Forschungen an Actinomyceten, die Zellwand-aktive Antibiotika synthetisierten, führten zur Identifikation neuer Resistenzmechanismen, mit denen sich die Bakterien vor ihren eigenen Antibiotika schützen. In diesen Bakterien wurde auch ein vollkommen neuer Mechanismus, der der Chromosomensegregation ähnelt, entdeckt, mit dem der Gentransfer über die Zellhülle erfolgt. Dieser Prozess ist sowohl für die Verteilung der Resistenzgene als auch für die Evolution von Antibiotikabiosynthese – Genclustern durch horizontalen Gentransfer essentiell. Überraschenderweise konnte die Fähigkeit, Antibiotika zu produzieren, auch in typischen Vertreten des menschlichen Mikrobioms gefunden werden. So synthetisiert Staphylococcus lugdunensis ein Peptidantibiotikum, das u.a. pathogene S. aureus hemmt. Arbeiten in der Sektion B konzentrierten sich auf drei Vorgänge, in denen die Zellhülle eine wichtige Rolle bei den Bakterien – Wirt - Interaktionen spielt. So gelang es, die Komplexität und Vielfalt der Struktur der Adhäsine umfassend zu beschreiben. Zelluläre Komponenten, die bei dem Zusammenbau vom ß-Barrel- Proteinen mitwirken, konnten identifiziert und durch Vergleich mit analogen Einbauprozessen in Mitochondrien charakterisiert wurden. Ein besseres Verständnis der pflanzlichen Immunreaktion konnte durch die Untersuchung des Zusammenspiels von Zellhüllenkomponenten, wie sie beim „Turnover“ entstehen, und pflanzlichen Rezeptoren gewonnen werden. Die Arbeiten zur Zellhülle gewinnen eine besondere Bedeutung durch das vermehrte Auftreten Antibiotikaresistenter Erreger bei Infektionen. Die effektivsten Antibiotika haben die Zellhülle als Wirkort. So liefern die Arbeiten des SFB 766 auch Informationen zu bisher unbekannten Antibiotikaresistenzmechanismen und zu neuen potentiellen Antibiotikatargets. Schließlich führte der SFB 766 zu grundlegend neuen Strukturen. Er initiierte die Gründung des Interfakultäres Institutes für Mikrobiologie und Infektionsmedizin (IMIT). Der SFB war eine wichtige Voraussetzung für die Auswahl von Tübingen als ein Standort innerhalb des deutsche Zentrums für Infektionsforschung (DZIF). Die Arbeiten des SFB 766 bildeten insbesondere eine wesentliche Grundlage für den erfolgreichen Excellenzcluster-Antrag „Controlling Microbes to Fight Infections“ (CMFI).

Projektbezogene Publikationen (Auswahl)

  • (2010) Role of staphylococcal wall teichoic acid in targeting the major autolysin Atl. Mol. Microbiol. 75: 864-873
    Schlag, M, Biswas R, Krismer B, Köhler T, Zoll S, Yu W, Schwarz H, Peschel A, Götz F
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2009.07007.x)
  • (2011) An artificial pathway to 3,4-dihydroxybenzoic acid allows generation of new aminocoumarin antibiotic recognized by catechol transporters of E. coli. Chem. Biol. 18: 304-13
    Alt S, Burkard N, Kulik A, Grond S, Heide L
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.chembiol.2010.12.016)
  • (2011) Conjugal plasmid transfer in Streptomyces resembles bacterial chromosome segregation by FtsK/SpoIIIE. EMBO J. 30: 2246-2254
    Vogelmann J, Ammelburg M, Finger C, Guezguez J, Linke D, Flotenmeyer M, Stierhof YD, Wohlleben W, Muth G
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/emboj.2011.121)
  • (2011) Proteins encoded by the mre gene cluster in Streptomyces coelicolor A3(2) co-operate in spore wall synthesis. Mol. Microbiol. 79:1367-1379
    Kleinschnitz E-M, Heichlinger A, Schirner K, Winkler J, Latus A, Maldener I, Wohlleben W, and Muth G
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2010.07529.x)
  • (2012) Complete fibre structures of complex trimeric autotransporter adhesins conserved in enterobacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109: 20907-20912
    Hartmann MD, Grin I, Dunin-Horkawicz S, Deiss S, Linke D, Lupas AN, and Hernandez Alvarez B
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1073/pnas.1211872110)
  • (2013) A cell wall recycling shortcut that bypasses peptidoglycan de novo biosynthesis. Nature Chem. Biol. 9: 491-493
    Gisin J, Schneider A, Nägele B, Borisova M, Mayer C
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nchembio.1289)
  • (2013) A two-step sulfation in antibiotic biosynthesis requires a type III polyketide synthase. Nature Chem. Biol. 9: 610-5
    Tang X, Eitel K, Kaysser L, Kulik A, Grond S, Gust B
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nchembio.1310)
  • (2013) Prokaryotic multicellularity: a nanopore array for bacterial cell communication. FASEB J. 27: 2293-300
    Lehner J, Berendt S, Dörsam B, Pérez R, Forchhammer K, Maldener I
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1096/fj.12-225854)
  • (2013) The Receptor-Like Protein ReMAX of Arabidopsis Detects the Microbe-Associated Molecular Pattern eMax from Xanthomonas. Plant Cell 25: 2330-2340
    Jehle AK, Lipschis M, Albert M, Fallahzadeh-Mamaghani V, Fürst U, Mueller K, Felix G
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1105/tpc.113.110833)
  • (2014) Evolutionary Conservation in Biogenesis of β-Barrel Proteins Allows Mitochondria to Assemble a Functional Bacterial Trimeric Autotransporter Protein. J. Biol. Chem. 289: 29457-29470
    Ulrich T, Oberhettinger P, Schütz M, Holzer K, Ramms AS, Linke D, Autenrieth IB, Rapaport D
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1074/jbc.m114.565655)
  • (2014) Host-induced bacterial cell wall decomposition mediates pattern-triggered immunity in Arabidopsis. elife 3: e01990
    Liu X, Grabherr HM, Willmann R, Kolb D, Brunner F, Bertsche U, Kuhner D, Franz-Wachtel M, Amin B, Felix G, Ongena M, Nürnberger T, Gust AA
    (Siehe online unter https://doi.org/10.7554/elife.01990)
  • (2014) MapZ marks the division sites and positions FtsZ rings in Streptococcus pneumaniae. Nature 516: 259-62
    Fleurie A, Lesterlin C, Manuse S, Zhao C, Cluzel C, Lavergne J-P, Franz-Wachtel M, Macek B, Combet C, Kuru E, Van Nieuwenhze MS, Brun YV, Sherratt D, Grangeasse C
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nature13966)
  • (2015) The inverse autotransporter intimin exports its passenger domain via a hairpin intermediate. J Biol Chem 290: 1837-49
    Oberhettinger P, Leo JC, Linke D, Autenrieth IB, Schütz MS
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1074/jbc.m114.604769)
  • (2015) The lipid-modifying multiple peptide resistance factor is an oligomer consisting of distinct interacting synthase and flippase subunits. mBio. 6 pii: e02340-14
    Ernst CM, Kuhn S, Slavetinsky CJ, Krismer B, Heilbronner S, Gekeler C, Kraus D, Wagner S, Peschel A
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1128/mbio.02340-14)
  • (2016) Distinct mechanisms contribute to immunity in the lantibiotic NAI-107 producer strain Microbispora ATCC PTA-5024. Environ. Microbiol. 18: 118-132
    Pozzi R, Coles M, Linke D, Kulik A, Nega M, Wohlleben W, Stegmann E
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1111/1462-2920.12892)
  • (2016) Fluorescence microscopy of Streptomyces conjugation suggests DNA-transfer at the lateral walls and reveals the spreading of the plasmid in the recipient mycelium. Environ. Microbiol. 18: 598-608
    Thoma L, Vollmer B, Muth G
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1111/1462-2920.13027)
  • (2016) Human commensals producing a novel antibiotic impair pathogen colonization. Nature 535: 511–516
    Zipperer A, Konnerth MC, Laux C, Berscheid A, Janek D, Weidenmaier C, Burian M, Schilling NA, Slaventinsky C, Marschal M, Willmann M, Kalbacher H, Schittek B, Brötz-Oesterhelt H, Grond S, Peschel A, Krismer B
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nature18634)
  • (2016) Mitochondrial-bacterial hybrids of BamA/Tob55 suggest variable requirements for the membrane integration of β-barrel proteins. Sci. Reports 6: 39053
    Pfitzner AK, Steblau N, Ulrich T, Oberhettinger P, Autenrieth IB, Schütz M, Rapaport D
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/srep39053)
  • (2016) Polydiglycosylphosphate Transferase PdtA (SCO2578) of Streptomyces coelicolor A3(2) Is Crucial for Proper Sporulation and Apical Tip Extension under Stress Conditions. Appl. Environ. Microbiol. 82: 5661-72
    Sigle S, Steblau N, Wohlleben W, Muth G
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1128/aem.01425-16)
  • (2016) Regulation by the quorum sensor from Vibrio indicates a receptor function for the membrane anchors of adenylate cyclases. eLife 5:13098
    Beltz S, Bassler J, Schultz JE
    (Siehe online unter https://doi.org/10.7554/elife.13098)
  • (2016). Alpha/beta coiled coils. eLife 5: e11861
    Hartmann MD, Mendler CT, Bassler J, Karamichali I, Ridderbusch O, Lupas AN, Hernandez Alvarez B
    (Siehe online unter https://doi.org/10.7554/elife.11861)
  • (2016). Structural and functional characterization of the bacterial type III secretion export apparatus. PLoS Pathog. 12:e1006071
    Dietsche T, Tesfazgi Mebrhatu M, Brunner MJ, Abrusci P, Yan J, Franz-Wachtel M, Schärfe C, Zilkenat S, Grin I, Galán JE, Kohlbacher O, Lea S, Macek B, Marlovits TC, Robinson C, Wagner S
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1006071)
  • (2017) Characterization of a novel signal transducer element intrinsic to class IIIa/b adenylate cyclases and guanylate cyclases FEBS J. 284: 1204-1217
    Ziegler M, Bassler, J., Beltz S, Lupas AN, Schultz JE
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1111/febs.14047)
  • (2017) Identifying components required for OMP biogenesis as novel targets for anti-infective drugs. Virulence 24:1-20
    Weirich J, Bräutigam C, Mühlenkamp M, Franz-Wachtel M, Macek B, Meuskens I, Skurnik M, Leskinen K, Bohn E, Autenrieth I, Schütz M
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1080/21505594.2016.1278333)
  • (2017) Nonclassical Protein Excretion Is Boosted by PSM alpha-Induced Cell Leakage. Cell Rep. 20: 1278-1286
    Ebner P, Luqman A, Reichert S, Hauf K, Popella P, Forchhammer K, Otto M, Götz F
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.celrep.2017.07.045)
  • (2017) The N-acetylmuramic acid 6-phosphate phosphatase MupP completes the Pseudomonas peptidoglycan recycling pathway leading to intrinsic fosfomycin resistance. mBio. 8: e00092-17
    Borisova M, Gisin J, Mayer C
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1128/mbio.00092-17)
  • (2017). Wall teichoic acids mediate increased virulence in Staphylococcus aureus. Nature Microbiol. 2:16257
    Wanner S, Schade J, Keinhorster D, Weller N, George SE, Kull L, Bauer J, Grau T, Winstel V, Stoy H, Kretschmer D, Kolata J, Wolz C, Broker BM, Weidenmaier C
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.257)
  • (2015): Novel anti-infective compound. EP 3072 899 B1, Grant 2018-05-02, US 2018 0155397 A1, WO 2016 151005 A1, ES2682595T3
    Krismer B, Peschel A, Grond S, Zipperer A, Konnerth M, Janek D
  • (2018) A highly asynchronous developmental program triggered during germination of dormant akinetes of the filamentous diazotrophic cyanobacteria. FEMS Microbiol. Ecol. 94: 1
    Perez R, Wörmer LP, Sass P, Maldener, I
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1093/femsec/fix131)
  • (2018) Gain-of-Function Mutations in the Phospholipid Flippase MprF Confer Specific Daptomycin Resistance. mBio 9. pii: e01659-1
    Ernst CM, Slavetinsky CJ, Kuhn S, Hauser JN, Nega M, Mishra NN, Gekeler C, Bayer AS, Peschel A
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1128/mbio.01659-18)
  • (2018) Methicillin-resistant Staphylococcus aureus alters cell wall glycosylation to evade immunity. Nature 563: 705-709
    Gerlach D, Guo Y, De Castro C, Kim SH, Schlatterer K, Xu FF, Pereira C, Seeberger PH, Ali S, Codée J, Sirisarn W, Schulte B, Wolz C, Larsen J, Molinaro A, Lee BL, Xia G, Stehle T, Peschel A
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/s41586-018-0730-x)
  • (2018) Structural basis of cell wall peptidoglycan amidation by the GatD/MurT complex of Staphylococcus aureus. Sci. Rep. 8:12953
    Nöldeke ER, Muckenfuss LM, Niemann V, Müller A, Störk E, Zocher G, Schneider T, Stehle T
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/s41598-018-31098-x)
  • (2018) Structure of the core of the type three secretion system export apparatus. Nat. Struct. Mol. Biol. 25: 583-90
    Kuhlen L, Abrusci P, Johnson S, Gault J, Deme J, Caesar J, Dietsche T, Tesfazgi Mebrhatu M., Ganief T, Macek B, Wagner S, Robinson CV, Lea SM
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/s41594-018-0086-9)
  • (2013): [S,S]-EDDS Biosynthesegene und –proteine und Verfahren zur Biosynthese von [S,S]-EDDS. 14765893.4 (erteilt 6.6.19)
    Stegmann E, Wohlleben W, Spohn M, Weber
  • (2019) Deprivation of the Periplasmic Chaperone SurA Reduces Virulence and Restores Antibiotic Susceptibility of Multidrug-Resistant Pseudomonas aeruginosa. Front. Microbiol. 10: 100
    Klein K, Sonnabend MS, Frank L, Leibiger K, Franz-Wachtel M, Macek B, Trunk T, Leo JC, Autenrieth IB, Schütz M, Bohn E
    (Siehe online unter https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00100)
  • (2019) Environmental and cellular factors affecting the localization of T6SS proteins in Burkholderia thailandensis. Int. J. Med. Microbiol. 18: 151335
    Lennings J, Makhlouf M, Olejnik P, Mayer C, Brötz-Oesterhelt H, Schwarz S
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.ijmm.2019.151335)
  • (2019) Kistamicin biosynthesis reveals the biosynthetic requirements for production of highly crosslinked glycopeptide antibiotics. Nature Commun. 10: 2613
    Greule A, Izoré T, Iftime D, Tailhades J, Schoppet M, Zhao Y, Peschke M, Ahmed I, Kulik A, Adamek M, Goode RJA, Schittenhelm RB, Kaczmarski JA, Jackson CJ, Ziemert N, Krenske EH, De Voss JJ, Stegmann E, Cryle MJ
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1038/s41467-019-10384-w)
  • (2019) Revisiting the regulation of the capsular polysaccharide biosynthesis gene cluster in Staphylococcus aureus. Mol. Microbiol.
    Keinhörster D, Salzer A, Duque-Jaramillo A, George SE, Marincola G, Lee JC, Weidenmaier C, Wolz C
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1111/mmi.14347)
  • (2019) Structure and Function of a Bacterial Gap Junction Analog. Cell 178: 374-384
    Weiss GL, Kieninger A-K, Maldener I, Forchhammer K., Pilhofer M
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1016/j.cell.2019.05.055)
  • (2019) The Burkholderia Type VI Secretion System 5: Composition, Regulation and Role in Virulence. Front. Microbiol. 9:3339
    Lennings J, West TE, Schwarz S
    (Siehe online unter https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.03339)
  • (2019) Two DevBCA-like ABC transporters are involved in the multidrug resistance of the cyanobacterium Anabaena sp. PCC 7120. FEBS Lett. 593: 1818-1826
    Shvarev D, Nishi CN, Maldener I
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/1873-3468.13450)
  • (2019). Synthetic lugdunin analogues reveal essential structural motifs for antimicrobial action and proton translocation capability. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 58: 9234-9238
    Schilling NA, Berscheid A, Schumacher J, Saur JS, Konnerth MC, Wirtz SN, Beltrán Beleña JM, Zipperer A, Krismer B, Peschel A, Kalbacher H, Brötz-Oesterhelt H, Steinem C, Grond SC
    (Siehe online unter https://doi.org/10.1002/anie.201901589)
 
 

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